D-Lin-MC3-DMA (Synonyms: MC3)

Dilinoleylmethyl-4-dimethylaminobutyrat (D-Lin-MC3-DMA) sind potente siRNA-Transportvehikel in vivo[1].

D-Lin-MC3-DMA ist ein effektiver Träger für die Lieferung von siRNA in HeLa-Zellen[1]. Unterschiede in der Gen-Silencing-Effizienz in zwei unterschiedlichen Leberzellpopulationen wurden beobachtet, als siRNA mit LNPs, die das ionisierbare kationische Lipid MC3 (D-Lin-MC3-DMA) oder ALC-0315 enthielten, geliefert wurde[1]. D-Lin-MC3-DMA, das bei physiologischem pH-Wert praktisch ungeladen ist, kann ionisiert werden, sobald es endozytiert und in das frühe Endosomenkompartiment eingeschleust wird. Da erwartet wird, dass diese frühen Endosomen negativ geladene Phosphatidylserin-Lipide enthalten, könnte man spekulieren, dass die LNP-Fracht durch Adhäsion und Fusion der LNPs mit der frühen Endosomenmembran mittels elektrostatischer Mittel entkommen könnte[5,6]. D-Lin-MC3-DMA-LNPs hatten eine nahezu neutrale Ladung mit einem Zeta-Potenzial von 5±3 mV. Während D-Lin-MC3-DMA-LNPs bei physiologischem pH-Wert neutral geladen sind, sind sie bei endosomalem pH-Wert positiv geladen[7]. LNPs wurden durch die Mikrofluidik-Mischtechnik synthetisiert und bestehen aus ionisierbarem kationischem Lipid (D-Lin-MC3-DMA), einem Phospholipid, Cholesterin und Polyethylenglykol (PEG) sowie eingeschlossener Fracht, die entweder phosphorothioierte siRNA (50 oder 100%) oder mRNA ist. LNPs bilden physikalisch stabile Komplexe mit bioaktivem siRNA über einen Zeitraum von 94 Tagen[8].

Im murinen FVII-Modell wurde eine ED50 von 0,005 mg kg^-1 siRNA in der optimierten Zusammensetzung (D-Lin-MC3-DMA) erreicht, was eine sechsfach höhere Effizienz im Vergleich zur 40/10/40/10 molaren Verhältniszusammensetzung darstellt[2]. LNPs der 2. Generation, die D-Lin-MC3-DMA enthalten, waren mehr als zwei Größenordnungen potenter als LNPs der 1. Generation, die DLinDMA enthalten[4].

References:
[1]. Kulkarni JA, Myhre JL, et,al.Design of lipid nanoparticles for in vitro and in vivo delivery of plasmid DNA. Nanomedicine. 2017 May;13(4):1377-1387. doi: 10.1016/j.nano.2016.12.014. Epub 2016 Dec 28. PMID: 28038954.
[2]. Jayaraman M, Ansell SM, et,al. Maximizing the potency of siRNA lipid nanoparticles for hepatic gene silencing in vivo. Angew Chem Int Ed Engl. 2012 Aug 20;51(34):8529-33. doi: 10.1002/anie.201203263. Epub 2012 Jul 10. PMID: 22782619; PMCID: PMC3470698.
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[6]. Chan CL, Majzoub RN, et,al. Endosomal escape and transfection efficiency of PEGylated cationic liposome-DNA complexes prepared with an acid-labile PEG-lipid. Biomaterials. 2012 Jun;33(19):4928-35. doi: 10.1016/j.biomaterials.2012.03.038. Epub 2012 Apr 1. PMID: 22469293; PMCID: PMC3337860.
[7]. Maugeri M, Nawaz M, et,al. Linkage between endosomal escape of LNP-mRNA and loading into EVs for transport to other cells. Nat Commun. 2019 Sep 24;10(1):4333. doi: 10.1038/s41467-019-12275-6. PMID: 31551417; PMCID: PMC6760118.
[8]. Viger-Gravel J, Schantz A, et,al.Structure of Lipid Nanoparticles Containing siRNA or mRNA by Dynamic Nuclear Polarization-Enhanced NMR Spectroscopy. J Phys Chem B. 2018 Feb 22;122(7):2073-2081. doi: 10.1021/acs.jpcb.7b10795. Epub 2018 Feb 9. PMID: 29332384.